Структура, функции и значение микробиома кожи в норме и при патологических состояниях

Кожа — самый большой орган человеческого тела, площадью около 1,8 м², она представляет собой сложную экосистему, колонизированную разнообразными микроорганизмами, включая бактерии, грибы, вирусы, а также клещи. Колонизация обусловлена экологией поверхности кожи и варьирует в зависимости от топографического положения, эндогенных и экзогенных факторов [1–8].

Физические и химические свойства тех или иных участков кожи определяют присутствие на ее поверхности уникального набора микроорганизмов, адаптированных к определенной физиологической нише. В целом для кожи характерно кислое значение рН, поэтому наиболее комфортными местами для микроорганизмов являются участки тонкой кожи, складки, устья волосяных фолликулов и желез [9]. Кожные инвагинации и придатки, в т. ч. потовые железы (эккриновые и апокриновые), сальные железы и волосяные фолликулы, скорее всего, связаны со своей собственной уникальной микробиотой [10]. Эккриновые железы, превосходящие по числу апокриновые, находятся практически на всех участках кожи, постоянно выделяя на ее поверхность секрет, состоящий в основном из воды и соли. Кроме терморегуляции, дополнительными функциями эккриновых желез являются выделение воды и электролитов, подкисление кожи, что предотвращает колонизацию и рост численности микроорганизмов. Апокриновые железы, расположенные на участках кожи в области подмышечных впадин, сосков, гениталий, реагируют на адреналин путем выделения вязкого секрета молочного цвета. Секрет апокриновых желез содержит в своем составе феромоны, молекулы которых способны оказывать влияние на модель поведения воспринимающего их с вдыхаемым воздухом индивида [11]. Характерный запах секрета апокриновых желез связан с бактериальной обсемененностью кожи [12–15]. Сальные железы, соединенные с волосяным фолликулом, выделяют богатый липидами секрет — кожное сало (sebum), которое представляет собой гидрофобное соединение, защищающее и смазывающее кожу и волосы, а также обеспечивающее антибактериальный барьер. В сальных железах поддерживается рост факультативных анаэробов, таких как Propionibacterium acnes (Р. acnes) [4, 10]. Полное секвенирование генома P. аcnes выявило множественные гены, кодирующие липазы [16], за счет которых бактерии гидролизуют триглицериды кожного сала, высвобождая свободные жирные кислоты (СЖК) на поверхность кожи [17, 18]. Кроме того, P. аcnes могут затем прилипать к СЖК, что, возможно, помогает им колонизировать сальные железы [19]. СЖК также способствуют формированию и поддержанию кислого значения рН поверхности кожи [5, 20]. Пониженный рН кожи ингибирует рост таких распространенных патогенов, как Staphylococcus aureus и Streptococcus pyogenes, и в то же время является благоприятным для роста коагулазо-отрицательных стафилококков и коринебактерий [20–23].

Из-за регионарных анатомических особенностей различные области кожи имеют на поверхности свой собственный индивидуальный набор микроорганизмов. Некоторые области кожи, такие как пах, подмышечные впадины и пальцы, частично закрыты, здесь кожа имеет более высокую температуру и влажность. Это способствует росту микроорганизмов, для которых комфортными являются условия с повышенной влажностью (например, грамотрицательные бациллы, коринеформы и S. aureus). Количество сальных желез — еще один фактор, который влияет на микробиоту кожи в зависимости от топографической зоны. Условия, создающиеся в областях кожи с высокой плотностью сальных желез, таких как лицо, грудь и спина, способствуют активному росту липофильных микроорганизмов (например, Propionibacterium spp. и Malassezia spp.) [5]. В то же время по сравнению с другими участками кожи более сухая кожа рук и ног испытывает большие колебания температуры и на ее поверхности находится меньшее количество микроорганизмов, чем на участках с большей влажностью [4].

Возраст и пол также оказывают воздействие на микробиом кожи [24, 25]. Эмбриональная кожа стерильна, ее колонизация происходит в процессе родов, причем качественный состав микроорганизмов зависит от вида родоразрешения. Так, при естественных родах на коже новорожденного определяются Lactobacillus, Prevotella и/или Sneathia, а при рождении путем кесарева сечения происходит колонизация Staphylococcus, Corynebacterium, Propionibacterium spp. [26–28]. В период полового созревания увеличиваются секреция кожного сала и количество липофильных бактерий на коже [25]. Физиологические и анатомические особенности кожи (выработка пота, кожного сала, гормонов) зависят от пола, определяют и объясняют различия микробиологического состава кожи между полами [29–31].

Факторы окружающей среды, место жительства, вид деятельности, особенности одежды, прием антибактериальных препаратов оказывают влияние на формирование микробиома (и микробиоты) кожи в процессе жизни человека [32–34]. Косметические, моющие, гигиенические и увлажняющие средства также являются потенциальными факторами, способными изменять микробиоту кожи [35]. Бактерицидное действие ультрафиолетового света объясняет географическую изменчивость микробиоты кожи, коррелирующую с географическими долготой и широтой и разной интенсивностью ультрафиолетового облучения [36].

Микробиом здоровой кожи

На коже взрослого здорового человека определяются 19 таксономических рангов (филов) микроорганизмов [37]. Большинство бактерий кожи относятся к четырем из них: Actinobacteria, Firmicutes, Bacteroidetes и Proteobacteria. Эти же филы доминируют и на слизистой полости рта и желудочно-кишечного тракта (ЖКТ), однако их пропорции отличаются от таковых на коже. Так, количество Actinobacteria больше на коже, в то время как в ЖКТ превалируют Firmicutes и Bacteroidetes. Общей чертой микробных сообществ кишечника и кожи, по-видимому, является небольшое количество филов, но высокое разнообразие на уровне видов [38–43].

Видовой состав бактерий, колонизирующих кожу, зависит от физиологии участка кожи, причем для влажных, сухих и сальных участков характерны свои определенные бактерии [1].

Метагеномный анализ показал, что Staphylococcus и Corynebacterium spp. — организмы, наиболее обильно колонизирующие влажные участки [44, 45], такие как область пупка, подмышечные впадины, паховая складка, межъягодичная складка, подошва стопы, подколенная ямка, область локтевого сгиба. Стафилококки занимают аэробную нишу на коже и, вероятно, используют мочевину, присутствующую в составе пота, в качестве источника азота [12, 13, 15, 46].

На сухих участках кожи (например, предплечьях, кистях) определяется наибольшее разнообразие микроорганизмов из филов Actinobacteria, Proteobacteria, Firmicutes и Bacteriodetes [44, 45, 47]. Удивительной особенностью микробиоты этих участков является обилие грамотрицательных микроорганизмов, хотя ранее считалось, что они колонизируют кожу редко, попадая из ЖКТ [2, 5].

Сальные участки кожи характеризуются небольшим разнообразием филотипов микроорганизмов: области лба (6 филотипов) [45] и крыла носа (18 филотипов) [44], ретроаурикулярная складка (15 филотипов) [44], кожа спины (17 филотипов) [44]. Propionibacterium spp. являются доминирующими организмами на этих и других сальных участках кожи [45].

Для микробиома кожи характерно качественное и количественное изменение во времени. Участки кожи, содержащие большое разнообразие микроорганизмов, со временем становятся менее стабильными с точки зрения членства и структуры микробиологического сообщества. Самыми постоянными по качественному бактериальному составу являются участки, которые частично закрыты: наружный слуховой проход, ноздри и паховые складки [45].

На здоровой коже также были определены микроорганизмы, не относящиеся к бактериям: грибы (род Malassezia составляет 53–80% от общей популяции грибов) [48], клещи Demodex folliculorum и Demodex brevis (колонизация указанными микроорганизмами особенно увеличивается в областях, богатых сальными железами) и комменсальные вирусы [4].

Большинство грибковых организмов, идентифицированных на здоровой коже, относятся к роду Malassezia. Грибы Candida spp. редко колонизируют кожу человека, но могут определяться, вызывая клинические симптомы кандидоза в условиях иммунной недостаточности, при диабете или после применения антибиотиков [5, 49].

В дополнение к функции физического барьера кожа является иммунологическим барьером [50]. Несмотря на постоянное воздействие большого числа микроорганизмов, клетки кожи могут различать комменсалы и патогены. Кератиноциты осуществляют наблюдение и контроль за микроорганизмами на ее поверхности, получая информацию через рецепторы распознавания паттерна (Toll-подобные рецепторы, рецепторы маннозы, NOD-подобные рецепторы). Эти рецепторы распознают ассоциированные с патогенами молекулярные структуры (PAMP). Активация PRR кератиноцитов с помощью PAMP немедленно приводит к секреции антимикробных пептидов (AMP), цитокинов и хемокинов. Помимо осуществления адаптивного иммунного ответа, AMP также непосредственно убивают патогенные бактерии, грибы и вирусы [51]. Дисрегуляция иммунного ответа кожи проявляется при некоторых кожных заболеваниях (например, псориазе, атопическом дерматите).

Микробиом и хронические болезни кожи

Считается, что в патогенезе себорейного дерматита (СД) участвует и грибковый компонент, поскольку применение фунгицидных препаратов эффективно купирует клинические симптомы заболевания [52], в то время как при обработке кожи головы антибактериальными препаратами улучшения не наблюдается [53]. Предполагаемой мишенью противогрибковых средств являются виды Malassezia spp., т. к. клиническое улучшение СД достоверно связано с уменьшением их количества на коже волосистой части головы [52]. Но только лишь присутствия Malassezia spp. недостаточно для возникновения СД, должны быть и другие факторы, способствующие возникновению заболевания.

Известно, что P. acnes играют определенную роль в патогенезе акне. Начало полового созревания сопровождается увеличением секреции кожного сала и количества липофильных микроорганизмов, особенно P. acnes, которые выделяют липазы, протеазы и гиалуронидазы, повреждающие кожу [54]. Геном P. acnes кодирует различные иммуногенные факторы, включая клеточные поверхностные белки с адгезивными свойствами и порфирины [16]. Кроме того, идет активация комплемента по классическому и альтернативному пути [55, 56], происходит индуцирование синтеза провоспалительных цитокинов [57, 58] и нейтрофильных хемотаксических факторов [59, 60].

Следует отметить, что микробиом кожи при хронических дерматозах (экзема, псориаз, атопический дерматит) претерпевает дисбиотические изменения и характеризуется значительным разнообразием видового состава, который представлен микроорганизмами следующих семейств: Micrococcaceae (род Staphylococcus), Streptococcaceae, Enterobacteriaceae и др. Видовой состав и численность микроорганизмов при этих заболеваниях отличаются заменой нормальных членов микробиоценоза на представителей транзиторной флоры. Причем качественные и количественные изменения микрофлоры кожи (хотя и в меньшей мере) определяются не только в местах высыпаний, но и на поверхности видимо здоровой кожи, достоверно отличаясь от аналогичных показателей контроля [61].

Так, общее количество штаммов, выделенных с экзематозных участков (форма экземы авторами не указана), составляло 244, доля стафилококков — 72,1%, из них S. aureus — 46% (81 штамм) [61].

При атопическом дерматите 88,23% (45 штаммов) приходилось на кокковую флору, из них на долю золотистого стафилококка — 31,3%, что в 2 раза больше, чем при псориазе [61]. С поверхности псориатических папул и бляшек было выделено 167 штаммов различных микроорганизмов, на долю стафилококков приходилось 77,84% (130 штаммов), причем на долю золотистого стафилококка — 23,1% [61].

В другом исследовании установлено, что у пациентов с генерализованным пустулезным псориазом, экссудативным псориазом, ладонно-подошвенным пустулезным псориазом (ЛППП), вульгарным псориазом ладоней и подошв (ВПЛП) среди диагностически значимых штаммов микроорганизмов преобладают золотистый и эпидермальный стафилококки. Причем при ВПЛП S. аureus обнаруживается достоверно чаще, чем при ЛППП. Также выявлена корреляция частоты обнаружения S. аureus и появления зуда у больных с различными формами псориаза [62].

Принимая во внимание изменение микробиома и значительную роль вторичной микробной и грибковой флоры в патогенезе хронических дерматозов, помимо традиционной наружной терапии необходимо назначение антибиотиков и антимикотиков, при этом предпочтение следует отдавать комбинированным препаратам [69].

Литература

1. Grice E.A., Segre J.A. The skin microbiom // Nat. Rev. Microbiol. 2011. Vol. 9(4). P. 244–253.
2. Chiller K., Selkin B.A., Murakawa G.J. Skin microflora and bacterial infections of the skin // J. Investig. Dermatol. Symp. Proc. 2001. Vol. 6. P.170–174.
3. Fredricks D.N. Microbial ecology of human skin in health and disease // J. Investig. Dermatol. Symp. Proc. 2001. Vol. 6. P.167–169.
4. The Ecology of the Human Skin. Bannerstone House / ed. by Marples M. Springfield, Illinois: Thomas. 1965. 970 p.
5. Roth R.R., James W.D. Microbial ecology of the skin // Annu. Rev. Microbiol. 1988. Vol. 42. P.441–464.
6. Noble W.C. Skin microbiology: coming of age // J. Med. Microbiol. 1984. Vol. 17. P.1–12.
7. Roth R.R., James W.D. Microbiology of the skin: resident flora, ecology, infection // J. Am. Acad. Dermatol. 1989. Vol. 20. P.367–390.
8. Cogen A.L., Nizet V., Gallo R.L. Skin microbiota: a source of disease or defence? // Br. J. Dermatol. 2008. Vol. 158. P.442–455.
9. Tagami H. Location-related differences in structure and function of the stratum corneum with special emphasis on those of the facial skin // Int. J. Cosmet Sci. 2008. Vol. 30. P.413–434.
10. Leeming J.P., Holland K.T., Cunliffe W.J. The microbial ecology of pilosebaceous units isolated from human skin // J. Gen. Microbiol. 1984. Vol. 130. P.803–807.
11. Cohn B.A. In search of human skin pheromones // Arch. Dermatol. 1994. Vol. 130. P.1048–1051.
12. Emter R., Natsch A. The sequential action of a dipeptidase and a β-lyase is required for the release of the human body odorant 3-methyl-3-sulfanylhexan-1-ol from a secreted Cys-Gly-(S) conjugate by Corynebacteria // J. Biol. Chem. 2008. Vol. 283. P.20645–20652.
13. Decreau R.A., Marson C.M., Smith K.E., Behan J.M. Production of malodorous steroids from androsta-5,16-dienes and androsta-4,16-dienes by Corynebacteria and other human axillary bacteria // J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 2003. Vol. 87. P.327–336.
14. Martin A. Saathoff M., Kuhn F. et al. A functional ABCC11 allele is essential in the biochemical formation of human axillary odor // J. Invest. Dermatol. 2010. Vol. 130. P.529–540.
15. Natsch A., Gfeller H., Gygax P. et al. A specific bacterial aminoacylase cleaves odorant precursors secreted in the human axilla // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P.5718–5727.
16. Bruggemann H., Henne A., Hoster F. et al. The complete genome sequence of Propionibacterium acnes a commensal of human skin // Science. 2004. Vol. 305. P.671–673.
17. Marples R.R., Downing D.T., Kligman A.M. Control of free fatty acids in human surface lipids by Corynebacterium acnes // J. Invest. Dermatol. 1971. Vol. 56. P.127–131.
18. Ingham E., Holland K.T., Gowland G., Cunliffe W.J. Partial purification and characterization of lipase (EC 3.1.1.3) from Propionibacterium acnes // J. Gen. Microbiol. 1981. Vol. 124. P.393–401.
19. Gribbon E.M., Cunliffe W.J., Holland K.T. Interaction of Propionibacterium acnes with skin lipids in vitro // J. Gen. Microbiol. 1993. Vol. 139. P.1745–1751.
20. Elias P.M. The skin barrier as an innate immune element // Semin. Immunopathol. 2007. Vol. 29. P.3–14.
21. Korting H.C., Hubner K., Greiner K. et al. Differences in the skin surface pH and bacterial microflora due to the long-term application of synthetic detergent preparations of pH 5.5 and pH 7.0. Results of a crossover trial in healthy volunteers // Acta Derm. Venereol. 1990. Vol. 70. P.429–431.
22. Aly R., Shirley C., Cunico B., Maibach H.I. Effect of prolonged occlusion on the microbial flora, pH, carbon dioxide and transepidermal water loss on human skin // J. Invest. Dermatol. 1978. P.71, 378–381.
23. Hentges D.J. The anaerobic microflora of the human body // Clin. Infect. Dis. 1993. Vol. 16. P.175–180.
24. Leyden J.J., McGinley K.J., Mills O.H., Kligman A.M. Age-related changes in the resident bacterial flora of the human face // J. Invest. Dermatol. 1975. Vol. 65. P.379–381.
25. Somerville D.A. The normal flora of the skin in different age groups // Br. J. Dermatol. 1969. Vol. 81. P.248–258.
26. Dominguez-Bello M.G., Costello E. K., Contreras M. et al. Delivery mode shapes the acquisition and structure of the initial microbiota across multiple body habitats in newborns // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. Vol. 107. P.11971–11975.
27. Sarkany I., Gaylarde C.C. Bacterial colonisation of the skin of the newborn // J. Pathol. Bacteriol. 1968. Vol. 95. P.115–122.
28. Scharschmidt T.C., Vasquez K.S., Truong H.A. et al. A wave of regulatory T-cells into neonatal skin mediates tolerance to commensal microbes // Immunity. 2015. Vol. 43(5). P.1011–1021.
29. Marples R.R. Sex, constancy, and skin bacteria // Arch. Dermatol. Res. 1982. Vol. 272. P.317–320.
30. Fierer N., Hamady M., Lauber C.L., Knight R. The influence of sex, handedness, and washing on the diversity of hand surface bacteria // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. Vol. 105. P.17994–17999.
31. Giacomoni P.U., Mammone T., Teri M. Genderlinked differences in human skin // J. Dermatol. Sci. 2009. Vol. 55. P.144–149.
32. Dethlefsen L., Relman D.A. Microbes and Health Sackler Colloquium: Incomplete recovery and individualized responses of the human distal gut microbiota to repeated antibiotic perturbation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011. P.4554–4561.
33. Antonopoulos D.A., Huse S.M., Morrison H.G. et al. Reproducible community dynamics of the gastrointestinal microbiota following antibiotic perturbation // Infect. Immun. 2009. Vol. 77. P.2367–2375.
34. Dethlefsen L., Huse S., Sogin M.L., Relman D.A. The pervasive effects of an antibiotic on the human gut microbiota, as revealed by deep 16S rRNA sequencing // PLoS Biol. 2008. Vol. 6. P.280.
35. McBride M.E., Duncan W.C., Knox J.M. The environment and the microbial ecology of human skin // Appl. Environ. Microbiol. 1977. Vol. 33. P.603–608.
36. Faergemann J., Larko O. The effect of UV-light on human skin microorganisms // Acta Derm. Venereol. 1987. Vol. 67. P.69–72.
37. Grice E.A., Kong H.H., Conlan S. et al. Topographical and temporal diversity of the human skin microbiome // Science. 2009. Vol. 324 (5931). P.1190-1192.
38. Eckburg P.B., Bik E.M., Bernstein C.N. et al. Diversity of the human intestinal microbial flora // Science. 2005. Vol. 308. P.1635–1638.
39. Dewhirst F.E., Chen T., Izard J. et al. The human oral microbiome // J. Bacteriol. 2010. Vol. 192. P.5002–5017.
40. Zaura E., Keijser B.J., Huse S.M., Crielaard W. Defining the healthy ‘core microbiome’ of oral microbial communities // BMC Microbiol. 2009. Vol. 9. P.259.
41. Bik E.M., Long C.D., Armitage G.C. et al. Bacterial diversity in the oral cavity of 10 healthy individuals // ISME J. 2010. Vol. 4. P.962–974.
42. Pei Z., Bini E.J., Yang L. et al. Bacterial biota in the human distal esophagus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Vol. 101. P.4250–4255.
43. Bik E.M., Eckburg P.B., Gill S.R. et al. Molecular analysis of the bacterial microbiota in the human stomach // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. Vol. 103. P.732–737.
44. Grice E.A., Kong H.H., Renaud G. et al. A diversity profile of the human skin microbiota // Genome Res. 2008. Vol. 18. P.1043–1050.
45. Costello E.K., Lauber C.L., Hamady M. et al. Bacterial community variation in human body habitats across space and time // Science. 2009. Vol. 326. P.1694–1697.
46. Leyden J.J., McGinley K.J., Holzle E et al. The microbiology of the human axilla and its relationship to axillary odor // J. Invest. Dermatol. 1981. Vol. 77. P.413–416.
47. Gao Z., Tseng C.H., Pei Z., Blaser M.J. Molecular analysis of human forearm superficial skin bacterial biota // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. Vol. 104. P.2927–2932.
48. Gao Z., Perez-Perez G.I., Chen Y., Blaser M.J. Quantitation of major human cutaneous bacterial and fungal populations // J. Clin. Microbiol. 2010. Vol. 48. P.3575–3581.
49. Peleg A.Y., Hogan D.A., Mylonakis E. Medically important bacterial-fungal interactions // Nature Rev. Microbiol. 2010. Vol. 8. P.340–349.
50. Borkowski A.W., Gallo R.L. The coordinated response of the physical and antimicrobial peptide barriers of the skin // J. Invest. Dermatol. 2011. Vol. 131. P.285–287.
51. Braff M.H., Bardan A., Nizet V., Gallo R.L. Cutaneous defence mechanisms by antimicrobial peptides // J. Invest. Dermatol. 2005. Vol. 125. P.9–13.
52. Pierard G.E., Arrese J.E., Pierard-Franchimont C., De Doncker P. Prolonged effects of antidandruff shampoos — time to recurrence of Malassezia ovalis colonization of skin // Int. J. Cosmet. Sci. 1997. Vol. 19. P.111–117.
53. Leyden J.J., McGinley K.J., Kligman A.M. Role of microorganisms in dandruff // Arch. Dermatol. 1976. Vol. 112. P.333–338.
54. Dessinioti C., Katsambas A.D. The role of Propionibacterium acnes in acne pathogenesis: facts and controversies // Clin. Dermatol. 2010. Vol. 28. P.2–7.
55. Scott D.G., Cunliffe W.J., Gowland G. Activation of complement — a mechanism for the inflammation in acne // Br. J. Dermatol. 1979. Vol. 101. P.315–320.
56. Webster G.F., Leyden J.J., Nilsson U.R. Complement activation in acne vulgaris: consumption of complement by comedones // Infect. Immun. 1979. Vol. 26. P.183–186.
57. Jeremy A.H., Holland D.B., Roberts S.G. et al. Inflammatory events are involved in acne lesion initiation // J. Invest. Dermatol. 2003. Vol. 121. P.20–27.
58. Kim J. Review of the innate immune response in acne vulgaris: activation of Toll-like receptor 2 in acne triggers inflammatory cytokine responses // Dermatology. 2005. Vol. 211. P.193–198.
59. Puhvel S.M., Sakamoto M. Cytotaxin production by comedonal bacteria (Propionibacterium acnes, Propionibacterium granulosum and Staphylococcus epidermidis ) // J. Invest. Dermatol. 1980. Vol. 74. P.36–39.
60. Webster G.F., Leyden J.J. Characterization of serum-independent polymorphonuclear leukocyte chemotactic factors produced by Propionibacterium acnes // Inflammation. 1980. Vol. 4. P.261–269.
61. Микробиота кожи в норме и при патологии / под ред. Потатуркина-Нестерова Н.И. Ульяновск: Ул.ГТУ. 2014. 113с. [Mikrobiota kozhi v norme i pri patologii / pod red. Potaturkina-Nesterova N.I. Ul’janovsk: Ul.GTU. 2014. 113s. (in Russian)].
62. Бахлыкова Е.А., Филимонкова Н.Н., Тимохина Т.Х., Курлович Н.А. Микробиота кожи у больных вульгарным и пустулезным псориазом // Вестник дерматологии и венерологии. 2016. № 2. С.47–54. [Bahlykova E.A., Filimonkova N.N., Timohina T.H., Kurlovich N.A. Mikrobiota kozhi u bol’nyh vul’garnym i pustuleznym psoriazom // Vestnik dermatologii i venerologii. 2016. № 2. S.47–54 (in Russian)].
63. Dowd S.E., Sun Y., Secor P.R. et al. Survey of bacterial diversity in chronic wounds using pyrosequencing, DGGE, and full ribosome shotgun sequencing // BMC Microbiol. 2008. Vol. 8. P.43.
64. Smith D.M., Snow D.E., Rees E. et al. Evaluation of the bacterial diversity of Pressure ulcers using bTEFAP pyrosequencing // BMC Med. Genomics. 2010. Vol. 3. P.41.
65. Price L.B., Liu C.M., Melendez J.H. et al. Community analysis of chronic wound bacteria using 16S rRNA gene-based pyrosequencing: impact of diabetes and antibiotics on chronic wound microbiota // PLoS ONE. 2009. Vol. 4. P.6462.
66. Polavarapu N., Ogilvie M.P., Panthaki Z.J. Microbiology of burn wound infections // J. Craniofac. Surg. 2008. Vol. 19. P.899–902.
67. Uckay I., Pittet D., Vaudaux P. et al. Foreign body infections due to Staphylococcus epidermidis // Ann. Med. 2009. Vol. 41. P.109–119.
68. Otto M. Staphylococcus epidermidis — the ‘accidental’ pathogen // Nature Rev. Microbiol. 2009. Vol. 7. P.555–567.
69. Свирщевская Е.В., Матушевская Е.В., Чудаков Д.Б., Матушевская Ю.И. Роль инфекции в патогенезе аллергодерматозов

Оригинальная статья опубликована на сайте РМЖ (Русский медицинский журнал): https://www.rmj.ru/articles/dermatologiya/Struktura_funkcii_i_znachenie_mikrobioma_koghi_v_norme_i_pri_patologicheskih_sostoyaniyah/#ixzz6FcKje9ZF